Eigenschaften
Florfenicol (FFC) gehört zur Familie der Amphenicolantibiotika, welche ein breites Wirkungsspektrum besitzen (Li 2006b). Die Wirkung ist bakteriostatisch (Cannon 1990; Syriopoulou 1981), wobei in einer Studie zusätzlich eine bakterizide Wirkung gegen Haemophilus influenzae erwähnt wird (Graham 1988). FFC kann auch gegen Histophilus somni und Pasteurella spp. eine bakterizide Wirkung aufweisen (Dowling 2006a).
Wirkungsort / Wirkungsmechanismus
Florfenicol (FFC) weist den gleichen antibiotischen Wirkmechanismus wie Chloramphenicol und Thiamphenicol auf (Cannon 1990; Sams 1995b). Es ist ein hoch potenter Hemmer der bakteriellen Proteinsynthese (Schwarz 2004; Voorspoels 1999; Aslan 2002), indem der Wirkstoff in der Peptidyltransferase-Gegend (Nissen 2000) der 50S-Ribosomenuntereinheit von Bakterien bindet (Berge 2005; Plumb 2002; Singer 2004). Die 80S-Ribosomen der eukaryontischen Zellen sind keine Ziele für das Chloramphenicol und seine Derivate (Schwarz 2004). Für zusätzliche Informationen siehe auch unter Chloramphenicol.
Wirkspektrum
Florfenicol (FFC) besitzt ein breites Wirkspektrum (Plumb 2002; Li 2002; Afifi 1997b) gegen grampositive und gramnegative Bakterien (Shin 2005; Shin 2005). Der Wirkstoff ist in-vitro (Papich 2001) leicht potenter als Chloramphenicol (Dowling 2006a; Neu 1980; Syriopoulou 1981) oder Thiamphenicol gegen viele Organismen (Lobell 1994; Varma 1986; Sams 1995b). In einer Studie mit Lungenpräparaten von Schweinen, welche mit Actinobacillus pleuropneumoniae befallen waren, war FFC sowohl gegen Thiamphenicol-empfindliche Keime als auch gegen gewisse Thiamphenicol-resistente Isolate wirksam. Alle Proben waren empfindlich auf FFC (Yoshimura 2002a). Da beim FFC keine Azetylierung durch die Chloramphenicolazetyltransferase (CAT) möglich ist, sind verschiedene Bakterienstämme, die infolge CAT-Produktion sowohl Chloramphenicol- als auch Thiamphenicol-resistent sind, Florfenicol-empfindlich (Sams 1995b; Neu 1980; Syriopoulou 1981). FFC ist wirksam gegen grampositive Bakterien wie Staphylococcus intermedius, S. aureus, Streptococci (Papich 2001) und gewisse gramnegative Bakterien wie Pasteurella multocida, P. haemolytica, Haemophilus somnus (Neu 1980; Syriopoulou 1981), Actinobacillus pleuropneumoniae (Ueda 1995b; Li 2002), Citrobacter spp. und Providencia spp. (Soback 1995). Zusätzlich ist FFC wirksam gegen Chloramphenicol-resistente Stämme von Haemophilus influenzae, Bacteroides spp., Klebsiella aerogenes (Graham 1988), Klebsiella pneumoniae, Enterobacter cloacae, Shigella dysenteriae, Salmonella typhi, E. coli, Staph. aureus, Proteus vulgaris und Haemophilus somnus (Varma 1986; Neu 1980; Syriopoulou 1981). E. coli, Proteus vulgaris und Salmonella spp. können empfindlich sein, aber Resistenzen sind möglich. Anaerobe Bakterien, Mycoplasma spp. und viele Rickettsiae sind auch empfindlich (Papich 2001). In einer Studie war FFC leicht wirksamer als Chloramphenicol gegen Chlamydia trachomatis, Mycoplasma hominis und Mycoplasma pneumoniae, aber weniger wirksam gegen Ureaplasma urealyticum (Graham 1988).
FFC ist wirksam gegen eine grosse Anzahl von wichtigen bakteriellen Fischerregern, inklusive Aeromonas salmonicida, Vibrio salmonicida, Vibrio anguillarum und Yersinia ruckeri bei Lachs und Forellen sowie Edwardsiella ictaluri bei Katzenfischen (Dowling 2006a).
MIC
Übersicht MIC50 und MIC90 verschiedener Bakterien und Mykoplasmen:
| Keim (Herkunft) | MIC50 [µg/ml] | MIC90 [µg/ml] | Referenz |
| A. pleuropneumoniae (Schwein) | 0,25 | 0,25 | (Kehrenberg 2004a) |
| A. pleuropneumoniae (Schwein) | 0,25 | 0,5 | (Priebe 2003) |
| A. pleuropneumoniae (Schwein) | 0,39 | 0,39 | (Yoshimura 2002a) |
| A. pleuropneumoniae Serotyp 2 (Schwein) | 0,5 | 0,5 | (Shin 2005) |
| A. pleuropneumoniae Serotyp 5 (Schwein) | 0,5 | 0,5 | (Shin 2005) |
| A. pleuropneumoniae (Schwein) | - | 0,5 | (Dowling 2006a) |
| Aeromonas hydrophila | 0,78 | 12,5 | (Ho 2000) |
| A. salmonicida (Fisch) | - | 1,6 | (Dowling 2006a) |
| Arcanob. pyogenes (Rind) | - | 1,56 | (Dowling 2006a) |
| A. pyogenes (Rind) | 1,56 | 1,56 | (Yoshimura 2000) |
| A. pyogenes (Schwein) | 1,56 | - | (Yoshimura 2000) |
| Bordetella bronchiseptica (Schwein) | 1,0 | 2,0 | (Shin 2005) |
| B. bronchiseptica (Schwein) | 2 | 2 | (Kehrenberg 2004a) |
| B. bronchiseptica (Schwein) | 4 | 8 | (Priebe 2003) |
| B. bronchiseptica (Schwein) | - | 8 | (Dowling 2006a) |
| Chryseobacterium spp. (Fisch) | - | 32 | (Dowling 2006a) |
| Edwardsiella ictaluri (Fisch) | - | 0,25 | (Dowling 2006a) |
| E. tarda | 6,25 | 25 | (Ho 2000) |
| Escherichia coli (Ziege) | 3,12 | 6,25 | (Lavy 1991a) |
| E. coli | 8 | 256 | (Sawant 2007) |
| Haemophilus somnus | - | 0,5 - 1,0 | (Papich 2001) |
| Klebsiella spp. | 12,5 | 25 | (Ho 2000) |
| Klebsiella spp. (Ziege) | 6,25 | 12,50 | (Lavy 1991a) |
| Listeria monocytogenes (Rind) | - | 32 | (Dowling 2006a) |
| Mannheimia haemolytica (Rind) | 0,5 | 0,5 | (Shin 2005) |
| M. haemolytica (Rind) | 0,5 | 1 | (Kehrenberg 2004a) |
| M. haemolytica (Rind) | 1 | 2 | (Priebe 2003) |
| M. haemolytica (Rind) | - | 2 | (Dowling 2006a) |
| M. haemolytica (Schaf) | 0,5 | 0,5 | (Berge 2006) |
| M. haemolytica (Ziege) | 0,5 | 1 | (Berge 2006) |
| Moraxella bovis (Kalb) | 0,5 | 0,5 | (Angelos 2000) |
| Mycoplasma bovis | 4 | 16 | (Ayling 2000a) |
| M. bovis (Rind) | - | 4 | (Dowling 2006a) |
| Pasteurella multocida (Rind) | 0,25 | 0,5 | (Kehrenberg 2004a; Priebe 2003) |
| P. multocida (Rind) | - | 0,5 | (Dowling 2006a) |
| Pseudomonas fluoresences | 1,56 | 25 | (Ho 2000) |
| Pasteurella spp. (Ziege) | 1,56 | 25,00 | (Lavy 1991a) |
| P. multocida (Schaf) | 0,25 | 0,5 | (Berge 2006) |
| P. multocida (Schwein) | 0,25 | 0,5 | (Priebe 2003) |
| P. multocida (Schwein) | 0,5 | 0,5 | (Kehrenberg 2004a; Shin 2005) |
| P. multocida (Schwein) | - | 0,5 | (Dowling 2006a) |
| P. multocida (Ziege) | 0,25 | 0,5 | (Berge 2006) |
| Photobacterium damsela (Fisch) | - | 0,6 | (Dowling 2006a) |
| Salmonella dublin (Rind) | - | 32 | (Dowling 2006a) |
| Staph. aureus (Ziege) | 1,56 | 1,56 | (Lavy 1991a) |
| Staph. epidermidis (Ziege) | 1,56 | 3,12 | (Lavy 1991a) |
| Staph. hyicus (Ziege) | 1,56 | 1,56 | (Lavy 1991a) |
| Staph. intermedius (Ziege) | 0,78 | 3,12 | (Lavy 1991a) |
| Staph. xylosus (Ziege) | 0,78 | 0,78 | (Lavy 1991a) |
| Strept. spp. | 1,56 | 12,5 | (Ho 2000) |
| Strept. dysgalactiae (Ziege) | 0,78 | 1,56 | (Lavy 1991a) |
| Strept. suis (Schwein) | 1 | 2 | (Kehrenberg 2004a; Priebe 2003) |
| Strept. suis (Schwein) | - | 2 | (Dowling 2006a) |
| Strept. uberis (Ziege) | 1,56 | 1,56 | (Lavy 1991a) |
| Vibrio spp. | 3,125 | 50 | (Ho 2000) |
| V. anguillarum (Fisch) | - | 0,5 | (Dowling 2006a) |
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MIC empfindlicher Bakterien:
| Keim (Herkunft) | MIC [µg/ml] | Referenz |
| Actinobacillus pleuropneumoniae | 0,2 - 1,56 | (Ueda 1995b) |
| A. pleuropneumoniae (Schwein) | 0,25 | (Ueda 1995b; Li 2002) |
| Aeromonas salmonicida | 0,3 - 1,25 | (Inglis 1991) |
| Escherichia coli | 20 - 40 | (Inglis 1991) |
| E. coli | 2 - 8 | (Marshall 1996) |
| Enterococcus faecalis | 2 - 8 | (Marshall 1996) |
| Haemophilus somnus | 0,5 | (Lobell 1994) |
| Pasteurella multocida (Rind) | 0,47 | (Hormansdorfer 1998) |
| P. multocida (Schwein) | 0,51 | (Hormansdorfer 1998) |
| P. haemolytica (Rind) | 0,68 | (Hormansdorfer 1998) |
| P. haemolytica (Schwein) | 0,70 | (Hormansdorfer 1998) |
| P. piscicida | 0,004 - 0,6 | (Kim 1993b) |
| Pseudomonas aeruginosa | > 16 | (Marshall 1996) |
| Ps. aeruginosa | > 90 | (Inglis 1991) |
| Staph. aureus | 2 - 8 | (Marshall 1996) |
| Vibrio spp. | 1,25 | (Inglis 1991) |
| Yersinia ruckeri | 0,6 - 10 | (Inglis 1991) |
Die Bakterien Fusobacterium necrophorum, Provetella melaninogenica und Moraxella bovis sind gegenüber FFC sehr empfindlich (Dowling 2006a).
Resistenzen
Chloramphenicolazetyltransferase (CAT)
Die Substitution der 3'-Hydroxyl-Gruppe des Chloramphenicols und des Thiamphenicols durch ein Fluoratom verhindert eine Azetylierung des Florfenicols (FFC) durch die Chloramphenicolazetyltransferase (CAT). Zusätzlich verleiht diese Substitution dem Wirkstoff eine antibiotische Wirkung gegen Chloramphenicol-resistente Keime, deren Chloramphenicol-Resistenz ausschliesslich auf die Aktivität von CATs zurückzuführen ist (Voorspoels 1999). Die bekannten CATs können das FFC nicht inaktivieren (Murray 1997c). Ebenso wie Chloramphenicol und Thiamphenicol induziert FFC zwar eine CAT-Synthese, da aber der Wirkstoff kein Substrat für dieses Enzym darstellt, kann es folglich nicht inaktiviert werden (Cannon 1990). Keine der Gene, welche CAT kodieren, werden für eine FFC-Resistenz verantwortlich gemacht; es sind auch keine Homologien zwischen den CATs und dem Gen flo, welches die FFC-Resistenz verleiht, vorhanden (Dorman 1982).
Transporter
Permeabilitätsbarrieren und Multidurg-Transporter spielen nur in gewissen gramnegativen Bakterien eine Rolle (Paulsen 1996). Die Gene pp-flo und floR kodieren Transporter, welche Chloramphenicol und FFC aus der Zelle transportieren. Sie wurden erstmals 1996 auf einem Plasmid von Photobacterium damselae subsp. piscicida (auch bekannt als Pasteurella piscicidae (Kim 1996)) gefunden und später als Teil eines chromosomalen Multiresistenzgenclusters in den Salmonella enterica-Serovaren Typhimurium (Arcangioli 1999; Briggs 1999) und Agona (Cloeckaert 2000b). Sie wurden aber auch auf Multiresistenzplasmiden von E. coli nachgewiesen (Cloeckaert 2000a; Keyes 2000; White 2000c). FFC-Resistenzen wurden in einem breiten Spektrum enterischer Bakterien entdeckt, inklusive verschiedener Salmonella enterica-Serovare wie Typhimurium (Briggs 1999; Arcangioli 1999; Bolton 1999; Arcangioli 2000), Agona (Cloeckaert 2000b), Albany (Doublet 2003), Paratyphy B (Meunier 2002) und Newport (Meunier 2003); ferner in Klebsiella pneumoniae (Cloeckaert 2001), Vibrio cholerae (Hochhut 2001; Beaber 2002) und Escherichia coli (Keyes 2000; Cloeckaert 2000a; White 2000c; Doublet 2002). In allen diesen Fälle war für die FFC-Resistenz das Gen floR, welches ein Efflux-Protein mit 12 transmembranalen Segmenten kodiert, verantwortlich. In den Salmonella-Serovaren Typhimurium, Agona, Albany und Paratyphi B, sowie in V. cholerae wurde dieses Gen auf chromosomaler DNA gefunden. Zusätzlich konnte das FloR-Gen auf Plasmiden von K. pneumoniae und S. newport nachgewiesen werden (Blickwede 2004). Das Gen floR wurde als Bestandteil eines chromosomalen Multiresistenzgenclusters bei Salmonella typhimurium DT104 beschrieben (Briggs 1999). Dieses Gencluster ist Teil einer chromosomalen genomischen Insel (Salmonella genomic island 1, SGI1) (Boyd 2001). In E. coli kann sich das Gen auf Plasmiden oder Chromosomen befinden (Doublet 2002; Blickwede 2004). Das Plasmid pMBSF1 ist bis heute das kleinste floR-tragende Plasmid, welches beschrieben wurde (Blickwede 2004). Das Gen floR weist 97% Ähnlichkeit mit dem Gen pp-flo auf (Boyd 2001). Die Gene, welche FFC-Kreuzresistenz verleihen, wurden floR, floSt, flo oder cmlA-like genannt (Arcangioli 1999; Arcangioli 2000; Briggs 1999; White 2000c; Schwarz 2004; Bolton 1999; Kim 1993a) und sind trotz der unterschiedlichen Bezeichnungen eng verwandt; sie weisen 96 bis 100% Übereinstimmung in ihren Nukleotidsequenzen (Schwarz 2004) und 89 bis 100% Übereinstimmung in ihren Aminosäuresequenzen auf (Butaye 2003). Das cmlA-Gen ist ungefähr zu 50% identisch mit der Aminosäurensequenz des flo-Gens (Bolton 1999), aber es ist nicht bekannt, ob cmlA FFC-Resistenz verleiht (Keyes 2000).
Das flo-Gen wurde in Pasteurella multocida-Isolaten von Kälbern identifiziert (Kehrenberg 2005a). Nach einer Einzelgabe FFC an weidende Rinder entwickelten die E. coli der fäkalen Flora eine Multiresistenz. Dies erfolgte wahrscheindlich durch die Selektion von Plasmiden, welche das flo-Gen, verbunden mit anderen Resistenzgenen, enthielten (Dowling 2006a).
Das Plasmid pSCFS2 von Staphylococcus lentus trägt ein neues Chloramphenicol-FFC-Resistenzgen, fexA, welches ein Protein von 475 Aminosäuren mit 14 transmembranalen Segmenten kodiert. Es trägt zum Efflux dieser Antibiotika bei (Kehrenberg 2004b) und ist Teil des nicht-konjugativen Transposons Tn558 (Kehrenberg 2005b).
Florfenicol-Resistenz auf ribosomalem Niveau
Das Resistenzgen cfr, welches in Staphylokokken gefunden wurde, kodiert eine rRNA-Methylase, welche eine kombinierte Resistenz gegen Chloramphenicol, FFC und Clindamycin verleiht. Die Bindungsaffinität der Ribosomen für diese Wirkstoffe wird herabgesetzt. Das cfr-Genprodukt führt zu einer reduzierten Ribosemethylierung an der Base Cytosin der Stelle 2498 und einer zusätzlichen Methylierung der 23 rRNA an der Base Adenosin der Stelle 2503 von E. coli. Folglich ist diese Methylierung der Resistenzmechanismus (Kehrenberg 2005c). Eine neuere Studie zeigt, dass diese Mutation zusätzlich eine Kreuzresistenz zu Oxazolidinone (Linezolid), Pleuromutiline (Tiamulin und Valnemulin), sowie Streptogramin A (Dalfopristin) verleiht. Der resultierende Phänotyp wird entsprechend PhLOPSA genannt. Es gibt keine andere rRNA-Methyltransferase, welche allein gegen 5 chemisch nicht verwandte Antibiotikaklassen eine Resistenz verleiht (Long 2006b). Für weitere Informationen siehe auch unter Chloramphenicol.
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